L'idée de réécrire de façon ciblée l'alphabet à quatre lettres du vivant a longtemps été l'un des objectifs les plus ambitieux de la biologie moléculaire. Au début des années 2010, un système de défense que les bactéries avaient développé contre les virus a été transformé en outil de laboratoire, rendant cet objectif accessible bien plus vite que prévu. Connue sous le nom de CRISPR-Cas9, cette technologie a fait de l'édition du génome non plus l'apanage de quelques laboratoires spécialisés, mais le travail quotidien de milliers de laboratoires de recherche ordinaires à travers le monde.
La mémoire virale des bactéries
Le sigle CRISPR désigne des « courtes répétitions palindromiques groupées et régulièrement espacées » (de l'anglais clustered regularly interspaced short palindromic repeats). Cette définition décrit un motif singulier observé dans le génome de nombreuses bactéries et archées : de courtes séquences d'ADN répétées, alternant avec des segments uniques insérés entre elles. Pendant des années, la fonction de cette structure est restée mystérieuse, jusqu'à ce que l'on comprenne qu'elle conservait en réalité des « fiches signalétiques » génétiques de virus déjà rencontrés par le micro-organisme. Lorsque la bactérie retrouve le même virus, elle utilise cette information archivée pour reconnaître et découper le matériel génétique de l'agresseur.
Au cœur du système se trouvent des protéines appelées Cas. La plus étudiée est Cas9, issue de la bactérie Streptococcus pyogenes. Cas9 est une nucléase, une sorte de ciseaux moléculaires capables de couper un brin d'ADN, mais elle ne sait pas d'elle-même où couper : c'est une molécule d'ARN qui lui indique sa cible. Ce duo — l'ARN guide et la protéine coupante — remplit dans la nature une fonction immunitaire, mais est devenu, entre les mains des chercheurs, un outil d'édition programmable.
Les travaux qui ont élucidé le fonctionnement du système naturel et permis de le reconcevoir ont été récompensés par le prix Nobel de chimie 2020, décerné conjointement à Emmanuelle Charpentier et Jennifer Doudna « pour le développement d'une méthode d'édition du génome ». En présentant cette technologie, le comité Nobel a souligné que les chercheurs peuvent désormais modifier l'ADN d'animaux, de plantes et de micro-organismes avec une précision extrêmement élevée — un outil qui a transformé les sciences moléculaires du vivant, ouvert de nouvelles perspectives pour la sélection végétale et renforcé l'espoir de traiter les maladies héréditaires.
Comment programme-t-on le système ?
Le mécanisme naturel de CRISPR-Cas9 fait intervenir deux molécules d'ARN distinctes : l'ARNcr, qui s'apparie à la cible, et l'ARNtracr, qui permet à Cas9 de fonctionner. L'étape décisive pour rendre la technologie exploitable en pratique a consisté à fusionner les fonctions de ces deux molécules en un seul brin synthétisé en laboratoire. Lorsque cette molécule artificielle — appelée « ARN guide unique » (sgRNA) — est introduite dans une cellule avec Cas9, le complexe parcourt le génome et localise le point où la séquence guide correspond à la cible.
Deux conditions déterminent le choix de la cible. D'abord, une portion d'environ 20 nucléotides de l'ARN guide doit pouvoir s'apparier avec le brin d'ADN cible. Ensuite, un court motif de reconnaissance appelé PAM doit se trouver immédiatement à côté de la séquence cible ; là où ce motif est absent, Cas9 ne coupe pas. Le génome n'offre donc pas un nombre illimité de sites modifiables, mais comme les séquences PAM y sont fréquentes, une large marge de manœuvre subsiste en pratique.
Une fois la correspondance trouvée, Cas9 coupe les deux brins de la double hélice d'ADN. L'édition proprement dite se produit ensuite, lorsque la machinerie de réparation propre à la cellule entre en action.
Deux voies de réparation, deux résultats différents
La cellule répare les cassures double-brin principalement par deux voies. La jonction d'extrémités non homologues (NHEJ) est rapide mais peu précise : en recollant les extrémités rompues, elle laisse souvent de petites insertions ou pertes de nucléotides. Ces erreurs mineures perturbant le cadre de lecture du gène et le rendant non fonctionnel, cette voie est idéale pour les chercheurs souhaitant inactiver un gène (knock-out). La seconde voie, la réparation dirigée par homologie (HDR), ne fonctionne que si une séquence d'ADN similaire est disponible pour servir de matrice. Lorsqu'on fournit à la cellule un modèle externe approprié, cette voie permet d'insérer précisément la séquence souhaitée dans le génome, c'est-à-dire de réaliser des corrections ponctuelles. L'efficacité de la HDR est généralement inférieure à celle de la NHEJ, ce qui reste l'un des principaux défis techniques des travaux d'édition de précision.
L'évolution de l'outil : éditer sans couper
La première génération de CRISPR-Cas9 crée inévitablement des cassures dans l'ADN. Ces cassures pouvant entraîner des réarrangements indésirables de grande ampleur, des stratégies plus douces ont été développées au fil des années suivantes. Dans l'approche dite d'édition de base (base editing), un Cas9 dont la capacité de coupe a été désactivée est associé à des enzymes qui convertissent chimiquement une base en une autre, permettant de modifier une seule « lettre » sans provoquer de cassure double-brin. Dans la méthode appelée édition de précision (prime editing), l'ARN guide porte lui-même la séquence à corriger, et une enzyme, la transcriptase inverse, inscrit directement cette information dans le génome. Par ailleurs, des protéines Cas autres que Cas9 — comme Cas13, qui cible l'ARN — ont ouvert d'autres voies pour le diagnostic et l'extinction génique.
Une version « morte » de Cas9 (dCas9), dépourvue de sa fonction de coupe, a trouvé un usage au-delà de l'édition du génome : elle peut servir de plateforme porteuse qui se fixe sur une région cible pour réprimer ou activer l'expression d'un gène, voire pour marquer certaines régions au microscope.
Le premier résultat clinique concret
Le tournant du passage de CRISPR du laboratoire au chevet du patient s'est produit en décembre 2023. Le 8 décembre 2023, l'Agence américaine des produits alimentaires et médicamenteux (FDA) a approuvé la thérapie cellulaire éditée par CRISPR-Cas9 Casgevy (exagamglogène autotemcel), destinée aux patients âgés de 12 ans et plus atteints de drépanocytose souffrant de crises vaso-occlusives récurrentes. Il s'agissait de la première thérapie d'édition génique fondée sur CRISPR approuvée aux États-Unis ; une autorisation pour la bêta-thalassémie transfusion-dépendante a suivi peu après.
La logique du traitement est indirecte, et c'est précisément ce qui la rend instructive. Le gène de l'hémoglobine à l'origine de la maladie n'est pas réparé directement ; à la place, les propres cellules souches sanguines du patient sont éditées hors du corps afin de réactiver la production d'hémoglobine fœtale (HbF), normalement réduite au silence à l'âge adulte. La hausse du taux de HbF augmente l'hémoglobine totale, améliore la production et le fonctionnement des globules rouges, et peut faire disparaître les crises douloureuses associées à la drépanocytose. Selon les fabricants, environ 16 000 personnes atteintes de drépanocytose sévère aux États-Unis sont candidates à ce traitement unique. Chaque dose étant préparée spécifiquement à partir des cellules du patient, le traitement ne peut être administré que dans des centres autorisés.
Agriculture, écologie et recherche fondamentale
Le champ d'application de CRISPR dépasse largement la médecine. Dans la sélection végétale, la technologie rend possibles en une seule génération des changements qui prendraient des décennies par croisement classique — on y travaille notamment la résistance aux maladies, la durée de conservation ou la tolérance à la sécheresse. En recherche fondamentale, elle est devenue le moyen le plus rapide de comprendre la fonction d'un gène : des cribles à l'échelle du génome permettent d'inactiver systématiquement des milliers de gènes, l'un après l'autre, et de cartographier le résultat cellulaire produit par chacun.
Risques et limites éthiques
La précision de CRISPR n'est pas absolue. Des coupures indésirables (effets hors cible) peuvent survenir dans d'autres régions du génome partiellement similaires à la séquence de l'ARN guide ; l'ampleur de ce risque dépend de la conception du guide et des propriétés de l'enzyme utilisée. L'administration sûre des cellules éditées dans l'organisme, les réponses immunitaires et le coût des traitements restent également des questions à résoudre.
Le débat le plus vif porte sur l'édition de la lignée germinale. En 2018, l'annonce de la naissance en Chine de bébés issus d'une édition du génome d'embryons a suscité une condamnation généralisée dans le monde scientifique ainsi qu'un débat réglementaire intense — car les modifications apportées à un embryon se transmettent aux générations suivantes et sont irréversibles. Si l'édition des cellules somatiques (du corps) fait aujourd'hui l'objet d'essais cliniques contrôlés, l'édition clinique des cellules germinales reste interdite, ou en pratique inappliquée, dans la plupart des pays.
Malgré sa courte histoire, CRISPR-Cas9 illustre de façon exemplaire comment une recherche née d'une simple curiosité scientifique peut se transformer, en peu de temps, en une thérapie clinique. Des questions autrefois posées pour comprendre comment les bactéries luttent contre les virus fondent aujourd'hui une technologie capable de changer le cours des maladies héréditaires du sang.